|
双偏振极化干涉测量分析系统（Dual Polarisation Interferometry, DPI）是英国farfield sensors公司自2000年以来陆续推出的AnaLight系列产品[1]。目前，在国内大陆地区还未有该系列产品的应用。由于其在实时测量分子间（生物分子间、生物大分子与药物小分子等）相互作用，表面结构分析方面均具有灵敏、即时、信息丰富的特点，DPI系统越来越广泛地应用在生物、医学及材料科学方面。
双偏振极化干涉测量分析系统（DPI）的原理[1，2]
DPI是基于光的Thomas Yuong干涉现象发明的。如图，光通过平行相邻的两片薄层光导介质传播，光线穿过光导介质后发生干涉产生相应的干涉条纹，用适当的光检测器可以得到动态的干涉条纹变化信息。如果在其中一个的表面上（传感面）固定了分子，或者表面固定的分子与溶液中的物质发生了相互作用，光在此介质中的传播就会受到影响，由此产生不同的干涉条纹信号。 （图片） 干涉信号经过数学转换得到传感面上厚度、密度及质量的信息。例如，蛋白质固定在传感面上，当与其配体发生相互作用时，蛋白质的构象可能发生变化。厚度的改变对应了蛋白质结构的变化，质量改变对应着配体与蛋白质的结合，密度改变综合体现了蛋白质-配体结合前后状态的变化。
双偏振极化干涉测量分析系统（DPI）的应用
DPI系统的商品化仪器AnaLight在生物物理学方面，如蛋白质、核酸、脂及糖类等生物大分子研究领域有着广泛应用。具体包括：
1、蛋白质的结构表征和检测，及其在固-液界面上的吸附、聚集行为。Swann等人[3]应用DPI技术定量测定了蛋白质的结构变化。Lu等[4]研究了溶解酵素蛋白在硅-水界面的吸附特性。DPI的一个重要研究课题是神经退行性疾病的蛋白聚集。据估计约有20种神经退行性疾病，如阿尔茨海默病、帕金森病及nvCJD等，含有自我聚集的劣质蛋白。蛋白质聚集对神经具有毒性（确切机制仍有争议），蛋白质的寡聚体在大脑中产生不溶性沉积或斑点。以往分析技术对于研究这种蛋白质聚集过程，限于灵敏度不够或孵育时间长，结果不太理想。DPI可以灵敏、实时地表征蛋白质聚集的初始成核阶段（小纤维形成，其决定了后续聚集状态）。Gengler等[5]研究了阿尔茨海默病特征的淀粉样蛋白聚集过程。
2、蛋白质与生物分子或小分子配体的相互作用。肝素是一种由硫酸D-葡萄糖胺和D-葡萄糖醛酸组成的粘多糖，可以和抗凝血酶稳定结合，极大抑制凝血作用。因此，肝素是重要的抗凝血药，广泛应用于防治血栓及外科手术中。研究肝素与其结合蛋白的相互作用对于弄清抑制凝血的生物学机制有重要意义[6]。蛋白质与药物小分子相互作用研究，对于以蛋白质为靶点的新型药物的研发、筛选非常重要。
3、核酸分子在表面的固定与互补杂交过程。基因组研究应用的不断开展，依赖于人们对核酸性质认识的深入，及核酸操控技术的不断提高。Berney[7] 、Lillis[8]等人利用DPI研究了DNA在传感器表面的固定及互补杂交过程。
4、模拟生物膜与蛋白质等相互作用。这对于弄清体内细胞膜的作用机制有非常重要的意义[9，10]。
另外，DPI在表面分析，特别是近几年来成为热点的生物纳米结构等方面也有很好的应用。参考文献中列举了部分已发表工作，希望能给国内研究生物分子相互作用、生物纳米材料的一些科技工作者提供一个新思路。
参考文献
[1] http://www.farfield-scientific.com/
[2] http://www.farfield-sensors.com.cn/
[3] M. Swann, N. Freeman, S. Carrington, G. Ronan, P. Barrett, Quantifying structural changes and stoichiometry of protein interactions using size and density profiling, Letters in Peptide Science 10 (2003) 487-494.
[4] J.R. Lu, M.J. Swann, L.L. Peel, N.J. Freeman, Lysozyme adsorption studies at the silica/water interface using dual polarization interferometry, Langmuir 20 (2004) 1827-1832.
[5] S. Gengler, V.A. Gault, P. Harriott, C. Holscher, Impairments of hippocampal synaptic plasticity induced by aggregated beta-amyloid (25–35) are dependent on stimulation-protocol and genetic background, Experimental Brain Research 10.1007/s00221-006-0819-6
[6] S. Ricard-Blum, L.L. Peel, F. Ruggiero, N.J. Freeman, Dual polarization interferometry characterization of carbohydrate-protein interactions, Analytical Biochemistry 352 (2006) 252-259.
[7] H. Berney, K. Oliver, Dual polarization interferometry size and density characterisation of DNA immobilisation and hybridisation, Biosensors and Bioelectronics 21 (2005) 618-626.
[8] B. Lillis, M. Manning, H. Berney, E. Hurley, A. Mathewson, M.M. Sheehan, Dual polarisation interferometry characterisation of DNA immobilisation and hybridisation detection on a silanised support, Biosensors and Bioelectronics 21 (2006) 1459-1467.
[9] J.F. Popplewell, M.J. Swann, N.J. Freeman, C. McDonnell, R.C. Ford, Quantifying the effects of melittin on liposomes, Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes 1768 (2007) 13-20.
[10] C.J. Terry, J.F. Popplewell, M.J. Swann, N.J. Freeman, D.G. Fernig, Characterisation of membrane mimetics on a dual polarisation interferometer, Biosensors and Bioelectronics 22 (2006) 627-632.
4/17/2007
|
